Experiencias de laboratorio: BIOMOLÉCULAS

Hola!!! Inauguramos este espacio con la propuesta de experiencias para realizar en el laboratorio la próxima semana. La idea es que impriman las guías de trabajo, presten atención a los materiales que les voy a pedir y consigan cámara digital para registrar o un buen lápiz 2B para dibujar, si son hábiles para hacerlo. Recuerden que la fundamentación debe hacerse sobre argumentos teóricos que pueden conseguir en los libros, los padres y parientes que saben mucho acerca del tema, Internet, etc. todo vale, mientras la información sea correcta y puedan entenderla.

Espero recibir buenos trabajos. Saludos!!!!




Laboratorio 1: GLUCIDOS
Objetivos:
Identificación de glúcidos e hidrólisis del enlace de un disacárido.
Identificación de almidón por presencia de Yodo.

Materiales: (completar con los materiales que se hayan utilizado y que aparecen sobre la mesada de trabajo)
4 tubos de ensayo rotulados (1) (2) (3) y (4). Fehling A y Fehling B. Glucosa disuelta en agua destilada. Sacarosa disuelta en agua destilada. Ácido clorhídrico. Lugol.

Procedimiento A:Colocar 3 cc. de solución de glucosa en el tubo (1). Agregar 1 cc. de Fehling A y luego 1 cc. de Fehling B.
Colocar 3 cc. de solución de sacarosa en el tubo (2). Agregar 1 cc. de Fehling A y luego 1 cc. de Fehling B.
Calentar sobre mechero ambos tubos. Registrar cambios.

Procedimiento B:Colocar 3 cc. de solución de sacarosa en el tubo (3). Agregar 0,5 cc. de HCl. Calentar 30 segundos. Agitar suavemente el tubo. Enfriar.
Agregar 1 cc. de Fehling A y luego 1 cc. de Fehling B. Calentar sobre mechero. Registrar cambios.

Procedimiento C: Colocar 3 cc. de almidón en agua en el tubo (4). Agregar unas gotas de lugol. Registrar cambios.
Calentar sobre mechero. Registrar cambios. Repetir la experiencia nuevamente.


Conclusiones: Presentar de manera organizada el registro de observaciones. Introducir imágenes.
Describir en detalle qué ha ocurrido en cada caso.
Integrar la fundamentación teórica a las conclusiones.

Fundamentación teórica:Averiguar en qué consiste el REACTIVO DE FEHLING y cuál es su uso.
Explicar por qué para que la sacarosa reaccione debe ser tratada previamente con HCl.
Investigar si la coloración producida por el lugol se debe a una reacción química o a un cambio físico. ¿Por qué el color aparece y desaparece en función de la temperatura?


Laboratorio 2: LIPIDOS

Objetivos:
Comprobar algunas propiedades de los lípidos.

Materiales:
Vaso de precipitado – Agua destilada – Aceite vegetal – Sudán III – Tinta – Hidróxido de sodio – Eter o cloroformo (completar con los materiales que se hayan utilizado y que aparecen sobre la mesada de trabajo) Tubos de ensayo rotulados (5) (6) (7) y (8).

Procedimiento A:Colocar en un tubo de ensayo (5) 3 cc. de aceite vegetal y 3 cc. de solución de hidróxido de sodio.
Batir enérgicamente y colocar el tubo a baño María en un vaso de precipitado con agua durante 15 o 20 minutos. Al cabo de ese tiempo, registrar lo que se observa.

Procedimiento B:En el tubo (6) colocar 2 cc. de aceite y añadir 4 gotas de Sudán III. Agitar. Dejar reposar. Registrar observación.
En el tubo (7) colocar 2 cc. de aceite y añadir 4 gotas de Tinta. Agitar. Dejar reposar. Registrar observación.

Procedimiento C:En el tubo (8) colocar 2 cc. de aceite y añadir unas gotas de éter o cloroformo. Agitar. Dejar reposar. Registrar observación.

Fundamentación teórica:Averiguar en qué consiste la reacción de saponificación.
¿Qué es el sudán III y para qué se utiliza?
¿Cómo se relacionan los solventes orgánicos con los lípidos?

Conclusiones:Presentar de manera organizada el registro de observaciones. Introducir imágenes.
Describir en detalle qué ha ocurrido en cada caso.
Integrar la fundamentación teórica a las conclusiones.


Laboratorio 3: PROTEINAS
Objetivos:
Comprobación de la desnaturalización de proteínas por efecto del calor y los ácidos.

Materiales: (completar con los materiales que se hayan utilizado y que aparecen sobre la mesada de trabajo)
2 tubos de ensayo rotulados (1) y (2). Ácido nítrico. Hidróxido de sodio.

Procedimiento A:Colocar en el tubo (1) 5 cc. de solución coloidal de clara de huevo (albúmina).
Calentar sobre el mechero. Registrar observación.

Procedimiento B:Colocar en el tubo (2) 5 cc. de solución coloidal de albúmina.
Agregar 1 cc. de HNO3. Agitar. Registrar. Calentar. Registrar. Enfriar en agua. Agregar 1 cc. de hidróxido de sodio. Registrar observación.

Fundamentación teórica:
Averiguar qué significa coagulación y reacción xantoproteica.

Conclusiones:Presentar de manera organizada el registro de observaciones. Introducir imágenes.
Describir en detalle qué ha ocurrido en cada caso.
Integrar la fundamentación teórica a las conclusiones.


Laboratorio 4: Extracción de material genético
Objetivos:
Extracción de material genético de tejidos vegetales. Comprobación de su estructura fibrilar y su aspecto característico. Confirmación de su estado replegado a partir de la enorme longitud de sus fibras.

Extracción de material genético a partir de Banana
Materiales:1 vaso de precipitado de 500 ml., licuadora, una cuchara plástica para medir y mezclar, 2 filtros de papel de café Nº 2 (conos), 20 ml de agua destilada, shampoo de color claro, 1 banana, sal de mesa, 1 pipeta de transferencia, 1 tubo de ensayo sellado que contenga 95% de etanol, 1 conservadora con hielo para enfriar los tubos con alcohol, 1 varilla de vidrio. 3 vasos de vidrio.

Procedimiento:
1. En una licuadora, mezclar una banana con 250 ml. de agua destilada.
2. Licuar por 15-20 segundos, hasta que la solución se mezcle.
3. En cada vaso de precipitado, preparar una solución consistente en una cucharadita de té de
shampoo y dos pizcas de sal.
4. Agregar 20 ml (4 cucharaditas) de agua destilada.
5. Disolver la sal y el shampoo revolviendo lentamente con la cuchara de plástico
evitando formar espuma.
6. A la solución preparada en el paso 3, agregar tres cucharaditas de té de la mezcla
de banana del paso 1.
7. Mezclar la solución con la cuchara por 5-10 minutos.
8. Mientras uno de los miembros del grupo mezcla la solución de banana, otro miembro pondrá el filtro Nº 2 de café dentro de otro vaso de precipitado. Doblar el borde del filtro alrededor del vaso para que el filtro no toque el fondo del vaso.
9. Filtrar la mezcla vertiéndola dentro del filtro y dejar que la solución drene por algunos minutos hasta que sean 5 ml aproximadamente de filtrado para testear.
10. Tomar un tubo de ensayo con alcohol frío. Para mejores resultados el alcohol debe estar tan frío como sea posible.
11. Llenar la pipeta con la solución de banana y agregarla al alcohol. El ADN no es soluble en alcohol. Cuando el alcohol se agrega a la mezcla, los componentes, excepto el ADN, permanecen en la solución mientras el ADN precipita en la capa de alcohol.
12. Dejar reposar la solución por 2 a 3 minutos sin mover. Es importante no batir el tubo de ensayo. Se puede observar el ADN blanco el cual precipita en la capa de alcohol.
13. Cuando se obtienen buenos resultados, habrá suficiente ADN para levantar con una varilla de vidrio (el ADN se enrolla a la varilla). O usando una varilla que termine en un gancho, se puede recuperar (tomar) algo de ADN. El ADN tiene la apariencia de mucus blanco y fibroso

Registrar el procedimiento en tantos pasos como sea posible.
Confeccionar el informe correspondiente adjuntando la información teórica que consideren pertinente.

Entregar los informes completos impresos en una carpeta con portada o digitalizados en formato pps. , como blog o … se aceptan sugerencias. Fecha de entrega: 20 de abril de 2009.-